Pkd1条件性敲除小鼠如何模拟多囊肾？看懂诱导原理与早期表型

Pkd1条件性敲除模型与ADPKD研究

常染色体显性多囊肾病（ADPKD）是全球最常见的遗传性肾病，也是终末期肾脏疾病（ESKD）的重要致病因素，其核心病理在于PKD1基因突变引发的双侧肾囊肿形成及肾功能逐步恶化 ^[1]。ADPKD主要由PKD1基因的常染色体显性突变引起，即单拷贝的缺失或突变均可致病。然而，早期的小鼠模型研究受限于全身性Pkd1敲除导致的纯合胚胎致死，以及杂合小鼠表型轻微的局限性，从而使疾病机理研究进展缓慢。条件诱导型基因敲除小鼠模型的出现，为这一领域带来了革命性突破。本文将介绍赛业生物自主研发的他莫昔芬诱导性肾脏特异性Pkd1敲除模型——PKD(inducible)小鼠。

图1. 常染色体显性多囊肾病（ADPKD）的疾病进程 ^[2]。

本文讨论的是动物体内条件性基因失活模型，而非体外敲除细胞基因的操作教程。PKD1是ADPKD的重要致病基因，但不能把全部ADPKD病例归因于PKD1。

PKD1突变：ADPKD病因的核心

ADPKD作为最常见的遗传性肾脏疾病，全球患者超过1200万人，是终末期肾脏疾病（ESKD）的主要病因之一 ^[3-4]。该病的主要特征是双侧肾脏囊肿逐渐增多，导致肾脏体积扩大及功能衰退，患者最终常需接受透析或肾移植治疗。据估计，全球发病率约为每400至1000人1例，中国患者约125万，美国约50万，不同人种间的发病率亦存在一定差异 ^[4-5]。ADPKD的主要病因是PKD1基因突变，超过80%的患者携带该基因突变 ^[6]。PKD1编码的多囊蛋白1（PC1）与PKD2编码的多囊蛋白2（PC2）共同形成复合体，协同调控细胞内钙稳态与机械信号传导，对维持肾小管结构及功能起着关键作用 ^[7]。PKD1突变导致PC1功能异常，从而扰乱细胞和纤毛内的正常信号传导，引发异常细胞生长和囊肿形成 ^[8]。

图2. PKD1突变是导致ADPKD的主要遗传因素 ^[8]。

本节患者数量、比例及疾病结局属于所引文献的统计与概括，需结合来源年代、研究人群及疾病异质性理解，不作为所有患者的必然病程或实时流行病学统计。

为什么使用诱导型条件性Pkd1敲除小鼠？

PKD1基因突变具有高度异质性，包含多种突变类型，包括截断型突变（如移码突变和无义突变）和非截断型突变（如错义突变和剪接位点突变） ^[9]。通常而言，相较于非截断型突变或PKD2基因突变，PKD1基因的截断型突变往往与更严重的疾病表型相关，其特征为更早发生终末期肾脏疾病 ^[10-11]。小鼠模型是常染色体显性多囊肾病（ADPKD）研究中不可或缺的重要工具，与PKD1基因相关的模型更是研究重点。早期开发的全身性PKD1基因敲除小鼠模型对于理解PKD1的作用至关重要，但也存在明显的局限性：纯合Pkd1敲除小鼠表现出胚胎致死性，而杂合小鼠仅表现出轻微且迟发的囊性疾病，未能充分模拟人类ADPKD的进行性病程特征 ^[12-13]。为克服这些局限性，研究者们已开发出一系列PKD1基因诱导型和条件性敲除小鼠模型。这些模型可在特定发育阶段或成年期实现基因失活，既避免了胚胎致死性，又能精确控制疾病发生的时间和部位，从而更真实地模拟ADPKD的进展过程。例如，Cre-LoxP重组酶系统可在特定发育阶段或组织中诱导PKD1失活。在他莫昔芬（Tamoxifen）诱导型肾脏特异性Cre重组酶的作用下，PKD1基因敲除可被精确靶向于肾脏病灶部位，减少全身效应，为研究ADPKD肾脏内源性机制和评估潜在疗法提供了更可控的研究平台 ^[13-14]。这些先进的模型对于评估ADPKD新型治疗干预措施的临床前研究至关重要。

图3. 诱导型Pkd1肾脏特异性敲除小鼠是更适用于ADPKD研究的模型 ^[14]。

模型选择应匹配研究问题，“不二之选”不代表任何条件性模型适用于所有疾病阶段。组织表达范围不等于只在已有病灶细胞发生重组，具体重组及表型仍需验证。原文文献[12]研究成年期失活，与本文哺乳期诱导案例应分别理解。

PKD(inducible)小鼠如何构建？

赛业生物自主研发的PKD(inducible)小鼠（产品编号：I001225）是一种诱导型条件性Pkd1敲除模型。该模型通过将Pkd1-flox小鼠与他莫昔芬（Tamoxifen）诱导型肾脏特异性Cre工具鼠（Cdh16-MerCreMer小鼠，产品编号：C001432）杂交，并在哺乳期对子代进行他莫昔芬诱导处理构建而成。初步数据显示，仅在他莫昔芬诱导后三周，部分小鼠便呈现出显著的ADPKD表型。具体表现为肾脏囊肿、肾脏体积显著增加以及血清血尿素氮（BUN）水平升高。以下为该模型的初步表型数据。

Pkd1-flox携带可供重组的条件性等位基因，仍需结合相应Cre、子代基因型及诱导条件理解模型状态。本文仅介绍构建思路，不把单独的flox品系视为已完成诱导的疾病模型。

肾脏囊肿及重量变化

为评估肾脏变化，在接受他莫昔芬诱导后3周和6周，随机选取部分小鼠进行肾脏解剖并检测重量。结果显示，与对照组相比，PKD(inducible)小鼠最早在诱导后3周即呈现出明显的ADPKD样表型，并观察到显著的性别和个体差异。在为期6周的观察期内，随机抽样的PKD(inducible)小鼠中，雄性相较于雌性表现出更高的囊性肾脏疾病发生率（71% vs. 33%），且疾病严重程度可能更高。

图4. PKD(inducible)小鼠与对照组（Con）小鼠的肾脏外观及质量对比。

BUN与肌酐变化

为评估肾功能，在接受他莫昔芬诱导3周后，随机选取部分小鼠进行血清生化检测。结果显示，与对照组相比，雄性PKD(inducible)小鼠血清血尿素氮（BUN）水平显著升高，表明肾功能受损，肌酐（CREA）水平暂未见显著变化。在雌性PKD(inducible)小鼠中，此时血尿素氮（BUN）和肌酐（CREA）水平未观察到显著差异。

图5. PKD(inducible)小鼠与对照组（Con）小鼠血清血尿素氮（BUN）和肌酐（CREA）水平对比。

模型总结与表型解读

PKD(inducible)小鼠（产品编号：I001225）是通过将Pkd1-flox小鼠与他莫昔芬诱导型肾脏特异性Cre工具鼠 （Cdh16-MerCreMer小鼠，产品编号：C001432）杂交繁育获得的诱导型条件性Pkd1敲除模型。该模型具有高度的疾病模拟能力，数据显示，仅在他莫昔芬诱导完成后三周，部分小鼠即展现出显著的多囊肾病表型，表现为肾脏囊肿形成、肾脏体积显著增大以及血清血尿素氮 (BUN) 水平升高。这些初步数据证明，PKD(inducible)小鼠模型能够有效模拟人类早发性严重ADPKD样疾病表型，为深入研究ADPKD的发病机制和治疗策略提供了有力的工具。未来，我们将持续对该模型进行长期观察，以全面解析其疾病后期表型发展和整体疾病进程，并从病理学层面进行更深入的分析，为相关研究提供更全面的数据支持。

这些结果属于初步表型资料，不等于完成长期病程、全面病理或药效验证。本文未提供完整样本量及统计方案，不能将抽样比例或三周结果作为交付保证。

模型及研究资源

可了解Cre工具鼠资源、基因敲除小鼠定制与表型分析，更多资料见技术指南中心。

参考文献

• Leslie SW, et al. Autosomal Dominant Polycystic Kidney Disease. [Updated 2024 Mar 20]. In: StatPearls [Internet]. Treasure Island (FL): StatPearls Publishing; 2025 Jan.
• Steele C, Nowak K. Obesity, Weight Loss, Lifestyle Interventions, and Autosomal Dominant Polycystic Kidney Disease. Kidney Dial. 2022 Mar;2(1):106-122.
• Harris PC, Torres VE. Polycystic kidney disease. Annu Rev Med. 2009;60:321-37.Mahboob M, Rout P,
• Kidney Disease: Improving Global Outcomes (KDIGO) ADPKD Work Group. KDIGO 2025 Clinical Practice Guideline for the Evaluation, Management, and Treatment of Autosomal Dominant Polycystic Kidney Disease (ADPKD). Kidney Int. 2025 Feb;107(2S):S1-S239. 
• Mei CL, Xue C, Yu SQ, Dai B, Chen JH, Li Y, Chen LM, Liu ZS, Wu YG, Hu Z, Zha Y, Liu H, Zhuang YZ, Zhang C, Xiao XC, Wang Y, Li GS, Ma YY, Li L. Executive Summary: Clinical Practice Guideline for Autosomal Dominant Polycystic Kidney Disease in China. Kidney Dis (Basel). 2020 May;6(3):144-149.
• Rossetti S, Hopp K, Sikkink RA, Sundsbak JL, Lee YK, Kubly V, Eckloff BW, Ward CJ, Winearls CG, Torres VE, Harris PC. Identification of gene mutations in autosomal dominant polycystic kidney disease through targeted resequencing. J Am Soc Nephrol. 2012 May;23(5):915-33.
• Su Q, Hu F, Ge X, Lei J, Yu S, Wang T, Zhou Q, Mei C, Shi Y. Structure of the human PKD1-PKD2 complex. Science. 2018 Sep 7;361(6406):eaat9819. 
• Bergmann C, Guay-Woodford LM, Harris PC, Horie S, Peters DJM, Torres VE. Polycystic kidney disease. Nat Rev Dis Primers. 2018 Dec 6;4(1):50. 
• Cornec-Le Gall E, Audrézet MP, Chen JM, Hourmant M, Morin MP, Perrichot R, Charasse C, Whebe B, Renaudineau E, Jousset P, Guillodo MP, Grall-Jezequel A, Saliou P, Férec C, Le Meur Y. Type of PKD1 mutation influences renal outcome in ADPKD. J Am Soc Nephrol. 2013 May;24(6):1006-13.
• Rossetti S, Burton S, Strmecki L, Pond GR, San Millán JL, Zerres K, Barratt TM, Ozen S, Torres VE, Bergstralh EJ, Winearls CG, Harris PC. The position of the polycystic kidney disease 1 (PKD1) gene mutation correlates with the severity of renal disease. J Am Soc Nephrol. 2002 May;13(5):1230-7.
• Leonhard WN, Happe H, Peters DJ. Variable Cyst Development in Autosomal Dominant Polycystic Kidney Disease: The Biologic Context. J Am Soc Nephrol. 2016 Dec;27(12):3530-3538.
• Takakura A, Contrino L, Beck AW, Zhou J. Pkd1 inactivation induced in adulthood produces focal cystic disease. J Am Soc Nephrol. 2008 Dec;19(12):2351-63.
• Happé H, Peters DJ. Translational research in ADPKD: lessons from animal models. Nat Rev Nephrol. 2014 Oct;10(10):587-601.
• Sieben CJ, Harris PC. Experimental Models of Polycystic Kidney Disease: Applications and Therapeutic Testing. Kidney360. 2023 Aug 1;4(8):1155-1173.

页面标签

FAQ：Pkd1条件性敲除小鼠常见问题