Sult5a1-KO 基因敲除小鼠

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产品名称

Sult5a1-KO 基因敲除小鼠

产品编号

S-KO-11022

品系全称

C57BL/6JCya-Sult5a1em1/Cya

品系背景

C57BL/6JCya

品系编号

KOCMP-57429-Sult5a1-B6J-VA

品系状态

使用本品系发表的文献需注明: Sult5a1-KO 基因敲除小鼠 mice (Strain S-KO-11022) were purchased from Cyagen.
交付类型
周龄
性别
基因型
数量

基本信息

基因研究概述

质控标准

基因
基因全称
sulfotransferase family 5A, member 1
基因别称
Sult-x1,Sultx1
染色体号
Chr 8 (Mouse)
转录本 ID
NCBI: NM_020564.3 | Ensembl: ENSMUST00000000755
修饰方式
全身性基因敲除
靶向范围
Exon 3~5
敲除长度
~1383 bp
品系说明
该品系是基于策略设计时的数据库信息制作而成,建议您在购买前查询最新的数据库和相关文献,以获取最准确的表型信息。
表型提示
Sult5a1,全称为磺基转移酶5A1,是一种编码磺基转移酶的基因。磺基转移酶是一类催化磺酸基团转移的酶,主要参与药物和代谢物的生物转化过程。Sult5a1的表达主要在肝脏中,其编码的酶负责将磺酸基团转移到多种内源性和外源性化合物上,从而影响这些化合物的代谢和排泄。此外,Sult5a1的表达还受到多种转录因子的调控,如AhR、CAR、PXR、PPARα和Nrf2等,这些转录因子在肝脏药物代谢和转运基因的调控中发挥着重要作用[2]。

高脂肪饮食可以显著改变小鼠肝脏中参与药物代谢和药代动力学的基因的转录表达。研究发现,高脂肪饮食处理小鼠38周后,血清中总胆固醇、低密度脂蛋白胆固醇、天冬氨酸转氨酶和丙氨酸转氨酶水平显著升高,同时肝脏中脂质积累。在实验的第38周,涉及药物代谢和药代动力学的612个基因的转录表达发生了显著变化,其中210个基因被显著调节。Cyp3a11、Cyp4a10和Cyp4a14等基因被下调了10-35倍,而这些基因在肝脏中高度表达。高脂肪饮食以年龄依赖性方式调节了11%的基因组范围基因,同时调节了30%的参与肝药物代谢和药代动力学的基因。包括Adh4、Aldh1b1、Cyp3a11、Cyp4a10、Cyp8b1、Fmo2、Gsta3、Nat8f1、Slc22a7、Slco1a4、Sult5a1和Ugt1a9在内的基因,被高脂肪饮食以年龄依赖性方式调节。胆汁酸稳态,其中许多与代谢和转运相关的基因富集,也被高脂肪饮食以年龄依赖性方式改变。药物代谢和处置系统中的基因表达与血清脂质谱显著相关,并且经常相互关联。高脂肪饮食以年龄依赖性方式改变了肝脏药物代谢和药代动力学的全局转录表达谱[1]。

AhR、CAR、PXR、PPARα和Nrf2等转录因子可以调节肝脏中编码药物代谢酶和转运蛋白的基因的表达。化学激活剂激活这些转录因子后,可以诱导野生型小鼠肝脏中药物代谢和转运基因的mRNA表达,但在转录因子缺失的小鼠中无变化。例如,AhR激活后可以诱导Cyp1a2、Nqo1、Aldh7a1、Ugt1a1、Ugt1a6、Ugt1a9、Ugt2b35、Sult5a1、Gstm3和Mrp4等基因的表达。CAR激活后可以诱导Cyp2b10、Aldh1a1、Aldh1a7、Ugt1a1、Ugt2b34、Sult1e1、Sult3a1、Sult5a1、Papps2、Gstt1、Gsta1、Gsta4、Gstm1-4和Mrp2-4等基因的表达。PXR激活后可以诱导Cyp3a11、Ugt1a1、Ugt1a5、Ugt1a9、Gsta1、Gstm1-m3、Oatp1a4和Mrp3等基因的表达。PPARα激活后可以诱导Cyp4a14、Aldh1a1、mGst3、Gstm4和Mrp4等基因的表达。Nrf2激活后可以诱导Nqo1、Aldh1a1、Gsta1、Gsta4、Gstm1-m4、mGst3和Mrp3-4等基因的表达。这些数据揭示了转录因子在调节肝脏药物处置基因方面的特异性和重叠性[2]。

HNF4a是一种肝脏富集的主调控因子,在调节肝脏功能中起着重要作用。HNF4a缺乏的小鼠肝脏中,参与药物代谢和转运的基因的mRNA表达发生了显著变化。与野生型小鼠相比,HNF4a缺乏的小鼠肝脏中,编码摄取转运蛋白、Oatp1a1、Oatp2b1、有机阴离子转运蛋白2、钠-磷酸转运蛋白1、硫酸阴离子转运蛋白1、钠依赖性维生素C转运蛋白1、Ugt2a3、Ugt2b1、Ugt3a1、Ugt3a2、Sult1a1、Sult1b1、Sult5a1、Mrp6和Mte1的mRNA显著降低。编码Oatp1b2、Oct1、Ugt1a5、Ugt1a9、Gstm4、Gstm6和乳腺癌耐药蛋白的mRNA适度降低。编码Oatp1a4、Octn2、Ugt1a1、Sult1e1、Sult2a2、Gsta4、Gstm1-m3、Mdr1a、Mrp3和Mrp4的mRNA显著升高。肝脏中核因子E2相关因子2和PXR的信号似乎在HNF4a缺乏的小鼠中被激活。因此,HNF4a缺乏显著改变了肝脏中大量药物代谢和转运基因的mRNA表达,这可能是由于HNF4a的丢失,HNF4a是一种反式激活因子,决定了性别特异性表达和/或与这些药物代谢和转运基因的肝脏调节相关的信号通路的适应性激活[3]。

AhR、CAR和PXR等外源物质感应转录因子的配体可以特异性地调节小鼠肝脏中药物处理基因的表达。研究发现,大多数药物处理基因(DPGs)的mRNA在新生儿期含量较低,但随着发育逐渐增加到成年水平,而某些DPGs(如Cyp1a2、Cyp2b10、Cyp3a11、Gstm2、Gstm3、Papss2和Oatp1a4)在青少年期表现出优势表达模式。DPGs的诱导性具有年龄特异性:1)在新生儿期,TCDD诱导的Cyp1a2、Sult5a1和Ugt1a9的mRNA表达最高;TCPOBOP诱导的Cyp3a11和Mrp2的mRNA表达最高;PCN诱导的Gstm2和Gstm3的mRNA表达最高;2)在青少年期,TCDD诱导的Ugt1a6和Mrp4的mRNA表达最高;TCPOBOP诱导的Cyp2b10、Ugt2b34和Ugt2b35的mRNA表达最高;PCN诱导的Gsta1、Gsta4、Sult1e1、Ugt1a1、Mrp3和Mrp4的mRNA表达最高;3)在成年期,TCPOBOP诱导的Aldh1a1、Aldh1a7和Ugt2b36的mRNA表达最高;PCN诱导的Papss2和Oatp1a4的mRNA表达最高。因此,外源物质感应转录因子的配体诱导的肝脏DPGs的诱导性具有年龄特异性[4]。

RNA测序被用于阐明小鼠肝脏中所有主要已知的II期酶的mRNA表达在发育过程中的肝脏发生和组织分布。研究发现,许多II期酶在成年小鼠肝脏中的表达水平显著高于围产期小鼠肝脏,如Ugt1a6b、-2a3、-2b1、-2b5、-2b36、-3a1、-3a2;Gsta1、-m1、-p1、-p2和-z1;mGst1;Nat8;Comt;Nnmt;Baat;Ugdh和Gclc。相比之下,一些II期酶在出生后肝脏发育过程中表达降低,如mGst2、mGst3、Gclm和Mat2a。某些II期酶在青少年阶段的肝脏表达达到峰值,如Ugt1a1、Sult1a1、Sult1c2、Sult1d1、Sult2as、Sult5a1、Tpmt、Glyat、Ugp2和Mat1a。成年小鼠中,肝脏、肾脏和小肠中的II期酶的总转录本相似;然而,个体II期酶在三个器官中表现出显著的组织特异性。因此,这项研究首次揭示了小鼠肝脏中所有主要已知II期酶mRNA丰度的发育变化,以及它们在关键药物代谢器官中的组织特异性表达。II期酶的年龄和组织特异性表达表明,外源化合物的解毒作用受到年龄和细胞类型的严格调控[5]。

综上所述,Sult5a1是一种编码磺基转移酶的基因,参与药物和代谢物的生物转化过程。Sult5a1的表达受到多种转录因子的调控,包括AhR、CAR、PXR、PPARα和Nrf2等。高脂肪饮食可以显著改变小鼠肝脏中参与药物代谢和药代动力学的基因的转录表达,包括Sult5a1。HNF4a缺乏可以显著改变肝脏中大量药物代谢和转运基因的mRNA表达,包括Sult5a1。AhR、CAR和PXR等外源物质感应转录因子的配体可以特异性地调节小鼠肝脏中药物处理基因的表达,包括Sult5a1。RNA测序揭示了小鼠肝脏中所有主要已知II期酶mRNA丰度的发育变化,以及它们在关键药物代谢器官中的组织特异性表达,包括Sult5a1。因此,Sult5a1在肝脏药物代谢和转运中发挥着重要作用,其表达受到多种因素的调控。

参考文献:
1. He, Yuqi, Yang, Tao, Du, Yimei, Ge, Guangbo, Lu, Yanliu. 2020. High fat diet significantly changed the global gene expression profile involved in hepatic drug metabolism and pharmacokinetic system in mice. In Nutrition & metabolism, 17, 37. doi:10.1186/s12986-020-00456-w. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32489392/
2. Aleksunes, Lauren M, Klaassen, Curtis D. 2012. Coordinated regulation of hepatic phase I and II drug-metabolizing genes and transporters using AhR-, CAR-, PXR-, PPARα-, and Nrf2-null mice. In Drug metabolism and disposition: the biological fate of chemicals, 40, 1366-79. doi:10.1124/dmd.112.045112. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/22496397/
3. Lu, Hong, Gonzalez, Frank J, Klaassen, Curtis. 2010. Alterations in hepatic mRNA expression of phase II enzymes and xenobiotic transporters after targeted disruption of hepatocyte nuclear factor 4 alpha. In Toxicological sciences : an official journal of the Society of Toxicology, 118, 380-90. doi:10.1093/toxsci/kfq280. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/20935164/
4. Li, Cindy Yanfei, Renaud, Helen J, Klaassen, Curtis D, Cui, Julia Yue. 2015. Age-Specific Regulation of Drug-Processing Genes in Mouse Liver by Ligands of Xenobiotic-Sensing Transcription Factors. In Drug metabolism and disposition: the biological fate of chemicals, 44, 1038-49. doi:10.1124/dmd.115.066639. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/26577535/
5. Lu, Hong, Gunewardena, Sumedha, Cui, Julia Y, Zhong, Xiao-bo, Klaassen, Curtis D. 2013. RNA-sequencing quantification of hepatic ontogeny and tissue distribution of mRNAs of phase II enzymes in mice. In Drug metabolism and disposition: the biological fate of chemicals, 41, 844-57. doi:10.1124/dmd.112.050211. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/23382457/