Ggta1-KO 基因敲除小鼠

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复苏/繁育服务
产品名称

Ggta1-KO 基因敲除小鼠

产品编号

S-KO-02230

品系全称

C57BL/6NCya-Ggta1em1/Cya

品系背景

C57BL/6NCya

品系编号

KOCMP-14594-Ggta1-B6N-VA

品系状态

使用本品系发表的文献需注明: Ggta1-KO 基因敲除小鼠 mice (Strain S-KO-02230) were purchased from Cyagen.
交付类型
周龄
性别
基因型
数量

基本信息

基因研究概述

质控标准

基因
基因全称
glycoprotein galactosyltransferase alpha 1, 3
基因别称
GALT,Gal,Ggta,Ggta-1,alpha Gal,alpha3GalT
染色体号
Chr 2 (Mouse)
转录本 ID
NCBI: NM_010283 | Ensembl: ENSMUST00000102794
修饰方式
全身性基因敲除
靶向范围
Exon 4~7
敲除长度
~8.9 kb
品系说明
该品系是基于策略设计时的数据库信息制作而成,建议您在购买前查询最新的数据库和相关文献,以获取最准确的表型信息。
表型提示
MGI:95704Mice homozygous for disruption of this gene display defects in humoral immune responses. Homozygous KO also causes cortical cataracts.
GGTA1,全称为α1,3-半乳糖转移酶(α1,3-galactosyltransferase),是一种编码α1,3-半乳糖转移酶的基因。该酶负责合成一种称为α-半乳糖抗原(α-gal epitope)的碳水化合物抗原。α-gal抗原存在于猪和其他非灵长类哺乳动物的细胞膜糖脂和糖蛋白上,但在灵长类动物中不存在。因此,人类和灵长类动物缺乏α-gal抗原,并且自然产生一种称为抗-Gal抗体(anti-Gal antibody)的抗体,该抗体特异性地结合α-gal抗原。当表达α-gal抗原的猪器官移植到人类或灵长类动物体内时,抗-Gal抗体可以激活补体系统,导致超急性排斥反应,从而阻碍了猪器官在人类中的移植应用。

为了克服这一问题,科学家们通过基因编辑技术对猪的GGTA1基因进行了修改,使其表达α-gal抗原的能力丧失。例如,Xu等人[1]通过体细胞核移植技术成功产生了GGTA1、B2M和CIITA三基因修饰的滇南小猪,并分析了这些猪的脾脏外周血单个核细胞(PBMCs)的转录组。研究发现,这些猪的α1,3-半乳糖转移酶被消除,SLA-I的表达显著降低,SLA-II的四个亚型缺失。此外,RNA测序(RNA-seq)结果显示,在脾脏PBMCs中发现了150个差异表达基因,这些基因主要涉及免疫和感染相关途径,包括抗原处理和呈递以及病毒性心肌炎。这些结果表明,α1,3-半乳糖转移酶和SLA-II的表达缺失以及SLA-I的下调增强了猪到人异种移植中的免疫耐受能力。

Wei等人[2]通过CRISPR/Cas9系统对兔子的GGTA1基因进行了编辑,成功产生了α-Gal抗原缺乏的兔子。研究结果显示,这些兔子的主要器官中的α-Gal抗原表达与野生型兔子相比降低了99.96%以上。此外,这些兔子的特异性抗-Gal IgG和IgM抗体水平随着年龄的增长而增加,在5或6个月时达到峰值。这些发现表明,通过CRISPR/Cas9系统进行GGTA1基因编辑可以有效地产生α-Gal抗原缺乏的兔子,这些兔子可以用于异种免疫学研究以及动物组织来源的医疗设备的在位植入和残余免疫原性风险评估。

Lipiński等人[3]报道了一种通过ZFN介导GGTA1基因敲除来生产基因修饰猪的方法。他们将设计好的ZFN质粒注射到猪受精卵的核内,成功产生了GGTA1基因敲除的猪。研究发现,这些猪的GGTA1基因敲除效率高,并且在动物的行为、表型和核型方面没有观察到任何变化。

Matson等人[4]研究了如何优化CRISPR/Cas9基因编辑系统中sgRNA的长度,以提高GGTA1基因编辑的特异性和效率。他们发现,延长sgRNA的长度可以提高Cas9/sgRNA复合物对PAM3位点的特异性,并减少非目标DNA的切割。

Morticelli等人[5]分析了野生型、GGTA1基因敲除和GGTA1/CMAH基因敲除猪的N-糖和糖鞘脂质组。研究发现,GGTA1基因敲除或GGTA1/CMAH基因敲除可以消除特定的表位,提供更类似于人类的糖基化模式,但同时也改变了其他猪的糖基分布和水平,这些糖基可能具有免疫原性。

Wang等人[6]进行了一项观察性研究,评估了使用基因修饰小型猪进行猪到人肾脏异种移植后的肾功能恢复和异种免疫反应。研究发现,肾脏异种移植后的功能得到了完全恢复,但免疫抑制并没有防止急性排斥反应。此外,研究还发现,尽管供体猪在移植前是病原体阴性的,但异种移植和受体器官在观察期末检测到猪巨细胞病毒/猪玫瑰疹病毒,表明病毒重新激活并导致显著的免疫病理学变化。

Ko等人[7]提出了一种使用GGTA1内源启动子介导的敲入技术,以稳定和高效地表达多转基因,用于异种移植模型。他们将hCD55/hCD39多顺反子敲入载体构建在GGTA1基因座上,并将其与CRISPR/Cas9共转染到白色尤卡坦小型猪成纤维细胞中。研究结果显示,敲入载体的靶向效率高,并且转基因在GTKO/CD55/CD39猪的多种细胞类型中得到表达。此外,hCD55和hCD39的表达减少了人类IgG和IgM的结合,并降低了人类补体介导的细胞毒性和血小板聚集。

Tanihara等人[8]通过电穿孔将CRISPR/Cas9系统引入体外受精猪胚胎,成功产生了GGTA1基因敲除的猪。研究发现,电穿孔技术可以有效地将CRISPR/Cas9系统引入猪胚胎,并且基因编辑效率高,没有观察到非目标事件。

综上所述,GGTA1基因的修改对于猪到人异种移植具有重要意义。通过基因编辑技术使猪的GGTA1基因失去表达α-gal抗原的能力,可以减少超急性排斥反应的发生,从而提高猪器官在人类中的移植成功率。此外,GGTA1基因的修改还可以影响猪的免疫原性,使其更类似于人类的免疫反应,进一步提高异种移植的成功率。

参考文献:
1. Xu, Kaixiang, Yu, Honghao, Chen, Shuhan, Huang, Xingxu, Wei, Hong-Jiang. 2022. Production of Triple-Gene (GGTA1, B2M and CIITA)-Modified Donor Pigs for Xenotransplantation. In Frontiers in veterinary science, 9, 848833. doi:10.3389/fvets.2022.848833. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35573408/
2. Wei, Lina, Mu, Yufeng, Deng, Jichao, Qu, Shuxin, Xu, Liming. 2022. α-Gal antigen-deficient rabbits with GGTA1 gene disruption via CRISPR/Cas9. In BMC genomic data, 23, 54. doi:10.1186/s12863-022-01068-4. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35820824/
3. Lipiński, D, Nowak-Terpiłowska, A, Hryhorowicz, M, Smorąg, Z, Zeyland, J. . Production of ZFN-mediated GGTA1 knock-out pigs by microinjection of gene constructs into pronuclei of zygotes. In Polish journal of veterinary sciences, 22, 91-100. doi:10.24425/pjvs.2018.125611. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/30997769/
4. Matson, Anders W, Hosny, Nora, Swanson, Zachary A, Hering, Bernhard J, Burlak, Christopher. 2019. Optimizing sgRNA length to improve target specificity and efficiency for the GGTA1 gene using the CRISPR/Cas9 gene editing system. In PloS one, 14, e0226107. doi:10.1371/journal.pone.0226107. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/31821359/
5. Morticelli, Lucrezia, Rossdam, Charlotte, Cajic, Samanta, Buettner, Falk F R, Hilfiker, Andres. 2023. Genetic knockout of porcine GGTA1 or CMAH/GGTA1 is associated with the emergence of neo-glycans. In Xenotransplantation, 30, e12804. doi:10.1111/xen.12804. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37148126/
6. Wang, Yi, Chen, Gang, Pan, Dengke, Zhang, Kang, Chen, Zhonghua K. 2024. Pig-to-human kidney xenotransplants using genetically modified minipigs. In Cell reports. Medicine, 5, 101744. doi:10.1016/j.xcrm.2024.101744. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39317190/
7. Ko, Nayoung, Shim, Joohyun, Kim, Hyoung-Joo, Kim, Hyunil, Choi, Kimyung. 2022. A desirable transgenic strategy using GGTA1 endogenous promoter-mediated knock-in for xenotransplantation model. In Scientific reports, 12, 9611. doi:10.1038/s41598-022-13536-z. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35688851/
8. Briski, O, La Motta, G, Ratner, L, Fernández-Martin, R, Salamone, D. . 97 Generation of GGTA1 knockout porcine blastocysts by intracytoplasmic sperm injection mediated gene edition. In Reproduction, fertility, and development, 34, 285-286. doi:10.1071/RDv34n2Ab97. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35231227/