Glrx-flox 基因敲除小鼠

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产品名称

Glrx-flox 基因敲除小鼠

产品编号

S-CKO-17135

品系全称

C57BL/6JCya-Glrxem1flox/Cya

品系背景

C57BL/6JCya

品系编号

CKOCMP-93692-Glrx-B6J-VA

品系状态

使用本品系发表的文献需注明: Glrx-flox 基因敲除小鼠 mice (Strain S-CKO-17135) were purchased from Cyagen.
交付类型
周龄
性别
基因型
数量
cKO小鼠库模型

基本信息

基因研究概述

质控标准

基因
基因全称
glutaredoxin
基因别称
D13Wsu156e,Glrx1,Grx1,TTase
染色体号
Chr 13 (Mouse)
转录本 ID
NCBI: NM_053108 | Ensembl: ENSMUST00000022082
修饰方式
条件性基因敲除
靶向范围
Exon 1
敲除长度
~3.9 kb
品系说明
该品系是基于策略设计时的数据库信息制作而成,建议您在购买前查询最新的数据库和相关文献,以获取最准确的表型信息。
表型提示
MGI:2135625Mice homozygous for a null allele do not exhibit any increased injury in response to oxidative insults to the heart or lungs but mouse embryonic fibroblast derived from these embryos are more sensative to diquat and paraqut and more resistant to apoptosis induced by TNF-alpha plus actinomyosin D.
GLRX,也称为Glutaredoxin,是一种在细胞抗氧化防御系统中发挥关键作用的蛋白质。它属于硫氧还蛋白家族,是一种小型的细胞质酶,主要功能是去除蛋白质半胱氨酸残基上的谷胱甘肽加合物,即S-谷胱甘肽化(S-glutathionylation)。这种修饰是一种独特的氧化应激响应形式,可以改变蛋白质的结构和功能。GLRX通过逆转S-谷胱甘肽化,释放谷胱甘肽(GSH),从而维持细胞内的氧化还原稳态。

在多种生物学过程中,GLRX发挥着重要作用。例如,在急性肺损伤中,GLRX的表达下降,而FABP5(脂肪酸结合蛋白5)的S-谷胱甘肽化增加。S-谷胱甘肽化的FABP5能够增强其脂肪酸结合能力,并转移到细胞核中,进而激活PPARβ/δ信号通路,抑制巨噬细胞的炎症反应,从而减轻急性肺损伤[1]。

在胶质瘤中,GLRX的表达与肿瘤的免疫微环境密切相关。GLRX在高级别胶质瘤中高表达,并且与免疫检查点和炎症因子有关,特别是在M0巨噬细胞中特异性表达。此外,GLRX是胶质瘤的一个独立预后因素,其表达水平与肿瘤的恶性程度和预后相关[2]。

在血管生成过程中,GLRX的表达对血管内皮细胞的迁移和血管生成具有调节作用。研究发现,内皮细胞特异性GLRX过表达能够显著抑制内皮细胞在Matrigel植入物中的迁移和后肢缺血再血管化。然而,尽管血管生成减少,GLRX过表达的小鼠却出现了更大的肿瘤。这表明,缺血性血管生成受损并不一定与肿瘤生长抑制相关,并且抗血管生成治疗可能对能够通过血管生成拟态在缺氧条件下形成血管通道的黑色素瘤肿瘤无效[3]。

在肝纤维化中,GLRX发挥重要的抗纤维化作用。研究发现,抗纤维化药物吡非尼酮(PFD)能够抑制肝星状细胞(HSC)的活化和肝纤维化,其作用机制依赖于GLRX。GLRX通过去S-谷胱甘肽化Smad3,抑制Smad3磷酸化,进而抑制纤维化基因的表达,从而发挥抗纤维化作用[4]。

在肺动脉高压(PAH)的诊断中,GLRX的表达水平与PAH的发生和发展密切相关。研究发现,GLRX是PAH的一个免疫相关基因,其表达水平在PAH患者的肺组织中显著升高。此外,GLRX的表达水平与PAH的诊断模型具有良好的相关性,可以作为PAH诊断的潜在生物标志物[5]。

在主动脉瘤的发病机制中,GLRX的表达与血管平滑肌细胞(VSMC)的表型改变相关。研究发现,GLRX在主动脉瘤患者的血管平滑肌细胞中表达下调,而在正常患者的VSMC中表达上调。此外,GLRX的表达水平与主动脉直径和扩张性相关,可以作为主动脉表型的一个潜在遗传标记[6]。

在阿尔茨海默病(AD)的免疫微环境中,GLRX的表达与昼夜节律紊乱相关。研究发现,GLRX的表达水平与AD患者的昼夜节律紊乱程度相关,并且GLRX的表达水平与AD的免疫特征和主要免疫细胞亚型的伪时间轨迹相关。此外,GLRX的表达水平与AD患者的预后相关,可以作为AD的一个潜在预后标志物[7]。

在心脏发育过程中,GLRX的表达与圆锥动脉干缺陷(CTD)的发生风险相关。研究发现,GLRX基因的SNP与CTD的发生风险相关,表明GLRX在心脏发育过程中发挥重要作用[8]。

在脂肪肝和血脂异常的发生机制中,GLRX的表达与Sirtuin-1(SirT1)的活性相关。研究发现,GLRX缺乏会导致脂肪肝和血脂异常,其机制可能是通过抑制SirT1的活性,导致SREBP-1的活化和肝脂质合成相关酶的上调[9]。

在脂肪细胞分化过程中,GLRX的表达与C/EBPβ的稳定性和脂肪生成相关。研究发现,GLRX缺失会导致蛋白质S-谷胱甘肽化增加,进而稳定C/EBPβ,促进脂肪生成和脂肪细胞分化[10]。

综上所述,GLRX在多种生物学过程中发挥重要作用,包括急性肺损伤、胶质瘤、血管生成、肝纤维化、肺动脉高压、主动脉瘤、阿尔茨海默病、心脏发育、脂肪肝和血脂异常以及脂肪细胞分化。GLRX的表达水平与多种疾病的发生和发展密切相关,可以作为疾病诊断和预后的潜在生物标志物。此外,GLRX的研究有助于深入理解细胞抗氧化防御系统的生物学功能和疾病发生机制,为疾病的治疗和预防提供新的思路和策略。

参考文献:
1. Guo, Yuxian, Liu, Yaru, Zhao, Shihao, Ke, Yuehai, Zhang, Xue. 2021. Oxidative stress-induced FABP5 S-glutathionylation protects against acute lung injury by suppressing inflammation in macrophages. In Nature communications, 12, 7094. doi:10.1038/s41467-021-27428-9. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/34876574/
2. Chang, Yuanhao, Li, Guanzhang, Zhai, You, Zhang, Wei, Hu, Huimin. 2020. Redox Regulator GLRX Is Associated With Tumor Immunity in Glioma. In Frontiers in immunology, 11, 580934. doi:10.3389/fimmu.2020.580934. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/33329553/
3. Yura, Yoshimitsu, Chong, Brian S H, Johnson, Ryan D, Bachschmid, Markus M, Matsui, Reiko. 2019. Endothelial cell-specific redox gene modulation inhibits angiogenesis but promotes B16F0 tumor growth in mice. In FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology, 33, 14147-14158. doi:10.1096/fj.201900786R. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/31647879/
4. Xi, Yue, Li, Yanping, Xu, Pengfei, Huang, Zhiying, Xie, Wen. 2021. The anti-fibrotic drug pirfenidone inhibits liver fibrosis by targeting the small oxidoreductase glutaredoxin-1. In Science advances, 7, eabg9241. doi:10.1126/sciadv.abg9241. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/34516906/
5. Xiong, Pan, Huang, Qiuhong, Mao, Yang, He, Binfeng, You, Zaichun. 2024. Identification of an immune-related gene panel for the diagnosis of pulmonary arterial hypertension using bioinformatics and machine learning. In International immunopharmacology, 144, 113694. doi:10.1016/j.intimp.2024.113694. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/39616855/
6. Chou, Elizabeth L, Chaffin, Mark, Simonson, Bridget, Ellinor, Patrick T, Lindsay, Mark E. 2022. Aortic Cellular Diversity and Quantitative Genome-Wide Association Study Trait Prioritization Through Single-Nuclear RNA Sequencing of the Aneurysmal Human Aorta. In Arteriosclerosis, thrombosis, and vascular biology, 42, 1355-1374. doi:10.1161/ATVBAHA.122.317953. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36172868/
7. He, Huiling, Yang, Yingxia, Wang, Lingxing, Ou-Yang, Wanjiong, Yang, Meili. 2023. Combined analysis of single-cell and bulk RNA sequencing reveals the expression patterns of circadian rhythm disruption in the immune microenvironment of Alzheimer's disease. In Frontiers in immunology, 14, 1182307. doi:10.3389/fimmu.2023.1182307. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37251379/
8. Lyu, Chen, Webber, Daniel M, MacLeod, Stewart L, Hobbs, Charlotte A, Li, Ming. 2019. Gene-by-gene interactions associated with the risk of conotruncal heart defects. In Molecular genetics & genomic medicine, 8, e1010. doi:10.1002/mgg3.1010. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/31851787/
9. Shao, Di, Han, Jingyan, Hou, Xiuyun, Matsui, Reiko, Bachschmid, Markus M. 2017. Glutaredoxin-1 Deficiency Causes Fatty Liver and Dyslipidemia by Inhibiting Sirtuin-1. In Antioxidants & redox signaling, 27, 313-327. doi:10.1089/ars.2016.6716. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/27958883/
10. Watanabe, Yosuke, Watanabe, Kazuhiro, Fujioka, Daisuke, Matsui, Reiko, Kugiyama, Kiyotaka. 2020. Protein S-glutathionylation stimulate adipogenesis by stabilizing C/EBPβ in 3T3L1 cells. In FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology, 34, 5827-5837. doi:10.1096/fj.201902575R. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32141127/