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Noa1-flox 基因敲除小鼠

Noa1-flox 基因敲除小鼠

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复苏/繁育服务
产品名称

Noa1-flox 基因敲除小鼠

产品编号

S-CKO-12081

品系全称

C57BL/6JCya-Noa1em1flox/Cya

品系背景

C57BL/6JCya

品系编号

CKOCMP-56412-Noa1-B6J-VA

品系状态

使用本品系发表的文献需注明： Noa1-flox 基因敲除小鼠 mice (Strain S-CKO-12081) were purchased from Cyagen.
交付类型
周龄
性别
基因型
数量
cKO小鼠库模型

基本信息

基因研究概述

质控标准

基因
基因全称
nitric oxide associated 1
基因别称
2610024G14Rik，AtNOS1，mAtNOS1
染色体号
Chr 5 (Mouse)
NCBI ID
转录本 ID
NCBI: NM_019836.3 | Ensembl: ENSMUST00000047860
修饰方式
条件性基因敲除
靶向范围
Exon 2~3
敲除长度
~1944 bp
下载方案
品系说明
该品系是基于策略设计时的数据库信息制作而成，建议您在购买前查询最新的数据库和相关文献，以获取最准确的表型信息。
表型提示
MGI:1914306Mice homozygous for a knock-out allele exhibit embryonic lethality during organogenesis associated with developmental retardation, decreased cell proliferation and apoptosis, increased cell necrosis, and abnormal mitochondrial morphology and physiology.
更多信息
Noa1，也称为NITRIC OXIDE ASSOCIATED 1，是一个编码循环置换GTP酶（cGTPase）的基因。cGTPase在植物中发挥着多种生物学功能，包括调节细胞信号传导、代谢和细胞器功能。Noa1在植物的生长发育、抗病性和对环境胁迫的响应中发挥着重要作用。

在植物中，一氧化氮（NO）是一种重要的气体信号分子，参与调节多种生理过程，包括气孔运动、抗病性、盐胁迫响应和叶绿素生物合成。Noa1基因的表达与NO的产生密切相关。研究表明，Noa1基因在植物中具有多种功能。

首先，Noa1基因与植物的气孔运动有关。研究表明，低浓度的环阿糖苷（CAG）可以诱导拟南芥（Arabidopsis thaliana）的气孔关闭，而高浓度的CAG则抑制气孔关闭。CAG处理可以显著增加PLC1和GPA1的表达水平以及PLC和GTP水解活性。此外，CAG还可以增加保卫细胞中NO的荧光强度。突变体plc1、gpa1和plc1/gpa1在CAG处理下的气孔开口比野生型（WT）更高。这些结果表明，PLC1和GPA1参与了CAG诱导的保卫细胞中NO的产生。因此，NO的积累对于CAG诱导的气孔关闭是必需的，而GPA1和PLC1在NO的上游发挥作用[1]。

其次，Noa1基因与植物的抗病性有关。研究发现，沉默Noa1基因的烟草（Nicotiana attenuata）植株（irNaNOA1）的净光合作用速率显著降低。与野生型植株相比，irNaNOA1植株在机械损伤和烟草天蛾（Manduca sexta）的口腔分泌物（OS）处理后，食草诱导的茉莉酸（JA）水平升高，但JA-异亮氨酸共轭物（JA-Ile）水平降低。此外，碳基防御化合物的浓度在irNaNOA1植株中低于野生型植株。这些结果表明，Noa1基因参与了植物对烟草天蛾的防御，并影响了光合作用、茉莉酸和次生代谢物的生物合成[2]。

此外，Noa1基因与植物的盐胁迫响应有关。研究表明，在盐胁迫下，大部分NO的产生归因于NIA/NR/NOA1。进一步研究发现，hy1-100、nia1/2/noa1和nia1/2/noa1/hy1-100突变体在盐胁迫下表现出逐渐增加的盐敏感性，这些突变体的表型可以通过三种NO释放化合物得到显著挽救。HY1基因的获得性功能突变体表现出更强的盐耐受性，并且NO的产生增加，这些表型可以通过NO合成抑制剂和清除剂得到抑制。因此，Noa1基因在调节植物盐耐受性方面发挥着重要作用[3]。

然而，Noa1基因对NO积累的影响在不同的研究中有不同的报道。一些研究表明，noa1突变体在缺乏蔗糖的情况下表现出严重的NO积累减少，而其他研究则报告noa1突变体和野生型植株之间的NO水平没有显著差异。研究发现，noa1突变体在含有蔗糖的培养基上积累基线和水杨酸诱导的NO，而在缺乏蔗糖的情况下，noa1突变体表现出低水平的延胡索酸、叶片呈浅绿色、生长缓慢和叶绿素含量降低。这些表型与叶绿体衍生的光合产物产生缺陷一致，并且可以通过蔗糖补充得到挽救。因此，Noa1基因在叶绿体功能中发挥着主要作用，其对NO积累的影响可能是间接的[4]。

此外，Noa1基因在水稻（Oryza sativa）中表现出温度依赖性。研究发现，当植物在30°C下生长时，OsNOA1沉默植株的叶绿素和Rubisco水平仅略低于野生型。然而，当植物在22°C下生长时，沉默植株积累的叶绿素和Rubisco比野生型植株少得多。进一步研究发现，叶绿素和Rubisco的调节发生在合成水平。此外，OsNOA1沉默植株在黑暗条件下无法在低温下恢复叶绿素和Rubisco的积累。因此，OsNOA1基因在调节叶绿素生物合成、Rubisco形成和质体发育中发挥着温度依赖性作用[5]。

Noa1基因还与细胞增殖和分生组织维持有关。研究发现，拟南芥NO缺乏突变体nos1/noa1在细胞分裂素处理下表现出严重的愈伤组织诱导和芽再生缺陷。NO的消耗导致愈伤组织诱导受到严重抑制。此外，nos1/noa1突变体中细胞周期基因CYCD3;1的表达被抑制，表明NO可能作为细胞分裂素下游的信号分子发挥作用。因此，Noa1基因在细胞增殖和分生组织维持中发挥着重要作用[6]。

此外，Noa1基因与植物对病原体感染的防御有关。研究发现，油棕榈（Elaeis guineensis）中的EgNOA1基因在受到病原体感染时表达上调。NO爆发在油棕榈根组织中发生，早于EgNOA1转录的上调。这表明NO的产生与EgNOA1无关。然而，EgNOA1在受到病原体处理的根组织中的诱导表达表明，它可能参与了植物对病原体感染的防御反应[7]。

最后，Noa1基因与植物的叶衰老有关。研究发现，NO缺乏突变体nos1/noa1表现出早期叶衰老表型。EIN2基因的突变可以抑制nos1/noa1突变体在黑暗诱导下的早期叶衰老表型。这表明EIN2参与了NO信号传导，并调节叶衰老过程。因此，Noa1基因在叶衰老的调节中发挥着重要作用[8]。

综上所述，Noa1基因在植物的多种生物学过程中发挥着重要作用，包括气孔运动、抗病性、盐胁迫响应、叶绿素生物合成、细胞增殖和分生组织维持以及叶衰老。Noa1基因的表达与NO的产生密切相关，并且在不同的植物中表现出不同的功能。进一步研究Noa1基因的生物学功能和作用机制有助于深入理解植物的生理过程和适应环境胁迫的机制。

参考文献：
1. Kong, Juantao, Chen, Rongshan, Liu, Ruirui, Zhang, Jinping, Yang, Ning. 2023. PLC1 mediated Cycloastragenol-induced stomatal movement by regulating the production of NO in Arabidopsis thaliana. In BMC plant biology, 23, 571. doi:10.1186/s12870-023-04555-7. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37978426/
2. Wünsche, Hendrik, Baldwin, Ian T, Wu, Jianqiang. 2011. Silencing NOA1 elevates herbivory-induced jasmonic acid accumulation and compromises most of the carbon-based defense metabolites in Nicotiana attenuata(F). In Journal of integrative plant biology, 53, 619-31. doi:10.1111/j.1744-7909.2011.01040.x. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/21457460/
3. Xie, Yanjie, Mao, Yu, Lai, Diwen, Zheng, Tianqing, Shen, Wenbiao. 2013. Roles of NIA/NR/NOA1-dependent nitric oxide production and HY1 expression in the modulation of Arabidopsis salt tolerance. In Journal of experimental botany, 64, 3045-60. doi:10.1093/jxb/ert149. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/23744476/
4. Van Ree, Kalie, Gehl, Bernadette, Chehab, E Wassim, Tsai, Yu-Chang, Braam, Janet. 2011. Nitric oxide accumulation in Arabidopsis is independent of NOA1 in the presence of sucrose. In The Plant journal : for cell and molecular biology, 68, 225-33. doi:10.1111/j.1365-313X.2011.04680.x. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/21689173/
5. Yang, Qiaosong, He, Han, Li, Heying, He, Zheng-Hui, Peng, Xinxiang. 2011. NOA1 functions in a temperature-dependent manner to regulate chlorophyll biosynthesis and Rubisco formation in rice. In PloS one, 6, e20015. doi:10.1371/journal.pone.0020015. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/21625436/
6. Shen, Qi, Wang, Yu-Ting, Tian, Hua, Guo, Fang-Qing. 2012. Nitric oxide mediates cytokinin functions in cell proliferation and meristem maintenance in Arabidopsis. In Molecular plant, 6, 1214-25. doi:10.1093/mp/sss148. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/23239827/
7. Kwan, Yee-Min, Meon, Sariah, Ho, Chai-Ling, Wong, Mui-Yun. 2014. Cloning of nitric oxide associated 1 (NOA1) transcript from oil palm (Elaeis guineensis) and its expression during Ganoderma infection. In Journal of plant physiology, 174, 131-6. doi:10.1016/j.jplph.2014.10.003. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/25462975/
8. Niu, Yun-Han, Guo, Fang-Qing. . Nitric oxide regulates dark-induced leaf senescence through EIN2 in Arabidopsis. In Journal of integrative plant biology, 54, 516-25. doi:10.1111/j.1744-7909.2012.01140.x. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/22765302/

资料下载

S-CKO-12081_6J_56412_Noa1_Exon 2~3_A_strategy.pdf
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