Myog-flox 基因敲除小鼠

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产品名称

Myog-flox 基因敲除小鼠

产品编号

S-CKO-03879

品系全称

C57BL/6JCya-Myogem1flox/Cya

品系背景

C57BL/6JCya

品系编号

CKOCMP-17928-Myog-B6J-VA

品系状态

使用本品系发表的文献需注明: Myog-flox 基因敲除小鼠 mice (Strain S-CKO-03879) were purchased from Cyagen.
交付类型
周龄
性别
基因型
数量
cKO小鼠库模型

基本信息

基因研究概述

质控标准

基因
基因全称
myogenin
基因别称
MYF4,bHLHc3,myo
染色体号
Chr 1 (Mouse)
转录本 ID
NCBI: NM_031189 | Ensembl: ENSMUST00000027730
修饰方式
条件性基因敲除
靶向范围
Exon 1~3
敲除长度
~3.4 kb
品系说明
该品系是基于策略设计时的数据库信息制作而成,建议您在购买前查询最新的数据库和相关文献,以获取最准确的表型信息。
表型提示
MGI:97276Homozygotes for targeted null mutations exhibit a severe reduction in muscle mass associated with delayed primary myogenesis and very little secondary myofiber formation, defects of the thoracic skeleton, and perinatal death.
MyoG,也称为myogenin,是一种重要的转录因子,属于生肌调节因子(MRFs)家族,包括Myf5、MyoD、Mrf4和MyoG。这些转录因子在骨骼肌的发生、再生和分化过程中发挥关键作用。MyoG的表达具有高度的时空限制性,确保了不同肌肉群体之间显著的功能和代谢多样性。MyoG在肌肉发育的后期阶段表达,其表达水平随着肌肉细胞的成熟而增加,并在肌肉细胞分化过程中起到决定性的作用。

在牛的成肌细胞分化过程中,Myoz2基因的表达在背最长肌中最高,并且在个体生长阶段和成肌细胞分化阶段也有显著表达。研究发现,Myoz2基因的表达受到MyoD和MyoG的负调控,Myoz2的敲低抑制了成肌细胞的分化,并且对MyoD、MyoG、MyH和MEF2A的表达产生了负面影响。进一步的研究表明,MyoD和MyoG是Myoz2基因启动子区域的重要顺式作用元件,并且它们在-159/+1区域结合,对牛Myoz2基因的调控起着重要作用[1]。

骨骼肌的发育和再生受到Myf5、MyoD、Mrf4和MyoG等MRFs的协同作用调控。这些转录因子在肌肉细胞的分化和成熟过程中发挥关键作用,确保了肌肉组织的正常功能和代谢。除了MRFs,还有许多其他的调控过程参与肌肉发生,包括DNA甲基化、组蛋白修饰、染色质重塑和非编码RNA等。这些调控过程相互协调,共同确保了肌肉发生的精确和有序进行[2]。

LATS2基因是Hippo信号通路的重要下游效应基因,参与细胞增殖、分化和器官大小等生物学过程。研究发现,LATS2基因在肝脏和背最长肌中高度表达,并且在婴儿肌肉中上调。此外,LATS2基因在成肌细胞分化阶段第2天也高度表达。进一步的研究表明,MEF2A和MyoG在LATS2基因的启动子区域结合,对LATS2基因的转录活性发挥重要作用[3]。

MyoG基因在不同猪品种中的系统发育分析表明,MyoG基因在这些品种中非常保守,突变位点较少。这些结果表明,MyoG基因在猪的肌肉发育和生长中起着重要作用[4]。

骨骼肌在活动减少和负荷减轻的情况下会发生萎缩。研究发现,MAFbx和MuRF1是肌肉萎缩过程中重要的分子介质。MAFbx和MuRF1的表达上调会导致肌肉萎缩,而MAFbx或MuRF1缺陷的小鼠对肌肉萎缩具有抵抗性。这些蛋白质是肌肉萎缩治疗的重要药物靶点[5]。

MyoG基因在胡羊中的克隆和表达研究表明,MyoG基因的编码区长度为675bp,编码224个氨基酸。与山羊、牛、猪和鼠相比,羊MyoG cDNA的序列同源性分别为99.26%、97.04%、92.00%和87.70%。生物信息学预测显示,MyoG蛋白含有典型的bHLH结构,但没有短信号肽,表明MyoG蛋白可能是一种非分泌蛋白。体外实验结果表明,MyoG可以在转染细胞中成功表达,并且MyoG蛋白定位于细胞核[6]。

Myf5和MyoG基因的SNPs与白鸡的生长性状相关。研究发现,MyoG基因的FF基因型是生长性状的优势基因型,而Myf5基因的IJ基因型是生长性状的劣势基因型。此外,Myf5和MyoG基因的不同组合基因型对白鸡的生长性状有显著影响[7]。

转录因子EGR1在牛骨骼肌卫星细胞(MDSCs)的分化过程中发挥重要作用。研究发现,EGR1的表达在分化的MDSCs中显著增加,而EGR1的过表达可以促进MDSCs的分化并抑制其增殖。相反,EGR1的敲低抑制了MDSCs的分化并促进了其增殖。此外,EGR1可以直接结合到MyoG基因启动子区域的潜在结合位点,并调节MyoG基因的表达。这些结果表明,EGR1可以通过正调节MyoG基因的表达来促进MDSCs的分化[8]。

MEK抑制可以诱导RAS驱动的横纹肌肉瘤中MYOG的表达,并重塑超级增强子。研究发现,致癌性RAS通过RAF-MEK-ERK MAPK信号通路抑制了横纹肌肉瘤的肌源性分化,这主要是通过抑制MyoG基因的表达来实现的。MEK抑制可以释放MYOG基因的表达,并导致需要晚期肌源性分化的基因的超级增强子的建立。此外,MEK抑制剂与IGF1R抑制剂的联合使用可以显著降低横纹肌肉瘤细胞的活力并减缓肿瘤生长。因此,这种联合治疗方案可能成为RAS突变横纹肌肉瘤的潜在治疗方法[9]。

综上所述,MyoG基因在骨骼肌的发生、再生和分化过程中发挥重要作用。MyoG基因的表达受到MyoD和MyoG的负调控,并且它们在Myoz2基因的启动子区域结合,对Myoz2基因的转录活性发挥重要作用。此外,MyoG基因的表达受到MEF2A的调控,并且与LATS2基因的表达相关。MyoG基因在不同猪品种中非常保守,突变位点较少。MyoG基因的表达受到EGR1的调控,并且与白鸡的生长性状相关。MEK抑制可以诱导RAS驱动的横纹肌肉瘤中MYOG的表达,并重塑超级增强子。这些研究结果为深入理解MyoG基因的生物学功能和疾病发生机制提供了重要的理论基础,并为相关疾病的治疗和预防提供了新的思路和策略。

参考文献:
1. Wei, Dawei, Zhang, Jiupan, Raza, Sayed Haidar Abbas, Abdelnour, Sameh A, Quan, Guobo. 2022. Interaction of MyoD and MyoG with Myoz2 gene in bovine myoblast differentiation. In Research in veterinary science, 152, 569-578. doi:10.1016/j.rvsc.2022.09.023. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36191510/
2. Vicente-García, Cristina, Hernández-Camacho, Juan Diego, Carvajal, Jaime J. 2022. Regulation of myogenic gene expression. In Experimental cell research, 419, 113299. doi:10.1016/j.yexcr.2022.113299. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/35926660/
3. Zhang, Jiupan, Raza, Sayed Haidar Abbas, Wei, Dawei, Ghalib, Samirah H, Ageeli, Abeer A. 2022. Roles of MEF2A and MyoG in the transcriptional regulation of bovine LATS2 gene. In Research in veterinary science, 152, 417-426. doi:10.1016/j.rvsc.2022.08.030. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36126508/
4. Zhu, Li, Li, Xue-Wei, Shuai, Su-Rong, Gu, Yi-Ren, Zhang, Kai. 2010. The phylogeny analysis of MyoG gene in different pig breeds. In Interdisciplinary sciences, computational life sciences, 2, 175-9. doi:10.1007/s12539-010-0079-9. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/20640787/
5. Bodine, S C, Latres, E, Baumhueter, S, Yancopoulos, G D, Glass, D J. 2001. Identification of ubiquitin ligases required for skeletal muscle atrophy. In Science (New York, N.Y.), 294, 1704-8. doi:. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/11679633/
6. Zhang, Zhentao, Xu, Feng, Zhang, Yani, Elsayed, A K, Li, Bichun. 2014. Cloning and expression of MyoG gene from Hu sheep and identification of its myogenic specificity. In Molecular biology reports, 41, 1003-13. doi:10.1007/s11033-013-2945-0. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/24385300/
7. Wei, Y, Zhang, G X, Zhang, T, Ding, F X, Zhang, L. 2016. Myf5 and MyoG gene SNPs associated with Bian chicken growth trait. In Genetics and molecular research : GMR, 15, . doi:10.4238/gmr.15037043. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/27525903/
8. Chen, J, Jones, P. . Determination genes. In Current opinion in cell biology, 1, 1075-80. doi:. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/2561452/
9. Zhang, WeiWei, Tong, HuiLi, Zhang, ZiHeng, Li, ShuFeng, Yan, YunQin. 2017. Transcription factor EGR1 promotes differentiation of bovine skeletal muscle satellite cells by regulating MyoG gene expression. In Journal of cellular physiology, 233, 350-362. doi:10.1002/jcp.25883. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/28256014/