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Cyp2c29-flox 基因敲除小鼠

Cyp2c29-flox 基因敲除小鼠

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复苏/繁育服务
产品名称

Cyp2c29-flox 基因敲除小鼠

产品编号

S-CKO-01969

品系全称

C57BL/6JCya-Cyp2c29em1flox/Cya

品系背景

C57BL/6JCya

品系编号

CKOCMP-13095-Cyp2c29-B6J-VA

品系状态

使用本品系发表的文献需注明： Cyp2c29-flox 基因敲除小鼠 mice (Strain S-CKO-01969) were purchased from Cyagen.
交付类型
周龄
性别
基因型
数量
cKO小鼠库模型

基本信息

基因研究概述

质控标准

基因
基因全称
cytochrome P450, family 2, subfamily c, polypeptide 29
基因别称
AHOH，AHOHase，Ah-2，Ahh-1，Cyp2c，P450-2C
染色体号
Chr 19 (Mouse)
NCBI ID
转录本 ID
NCBI: NM_007815 | Ensembl: ENSMUST00000003137
修饰方式
条件性基因敲除
靶向范围
Exon 2~3
敲除长度
~1.3 kb
下载方案
品系说明
该品系是基于策略设计时的数据库信息制作而成，建议您在购买前查询最新的数据库和相关文献，以获取最准确的表型信息。
表型提示
更多信息
Cyp2c29，也称为细胞色素P450 2C29，是一种在哺乳动物肝脏中表达的细胞色素P450超家族成员。细胞色素P450酶参与许多内源性和外源性化合物的代谢，包括药物、激素和毒素。Cyp2c29主要参与脂肪酸和类固醇激素的代谢，以及某些药物如非甾体抗炎药（NSAIDs）和抗惊厥药等的代谢。Cyp2c29的表达受到多种因素的调控，包括转录因子、细胞信号通路和表观遗传修饰等。

在炎症性疾病中，Cyp2c29的表达水平可能会发生变化。例如，在由盲肠结扎和穿孔（CLP）诱导的败血症模型中，Cyp2c29的表达水平显著下调。研究发现，CLP导致IL-1β、IL-6和TNFα的表达增加，而IL-6基因敲除小鼠在CLP后表现出更低的生存率。此外，CLP还导致Cyp2c29和Cyp3a11基因表达在IL-1α-/-/β-/-和TNFα-/-小鼠以及野生型小鼠中显著下调。然而，CLP对IL-6基因敲除小鼠的Cyp3a11表达没有显著影响。尽管CLP降低了IL-6基因敲除小鼠的Cyp2c29表达水平，但与CLP处理的野生型小鼠相比，CLP处理的IL-6基因敲除小鼠的Cyp2c29表达水平更低。因此，CLP诱导的败血症下调了P450基因的表达，特别是Cyp2c的表达，并且这种效应与IL-6相关，而不影响对CLP诱导的败血症的抵抗力[1]。

Cyp2c29的表达也与肝细胞癌（HCC）的发展相关。研究发现，在HCC的进展过程中，Cyp2c29的表达持续下调。体外实验表明，Cyp2c29的过表达抑制了NF-κB的活化和促炎细胞因子的产生，并增加了14,15-环氧二十碳三烯酸的产生。此外，Cyp2c29的过表达在体内保护了小鼠免受乙酰氨基酚和CCl4诱导的肝脏损伤。人类Cyp2c29的同源基因CYP2C8和CYP2C9在人类HCC进展中也发现下调，并且其表达与HCC患者的总生存期呈正相关。因此，Cyp2c29可能是肝脏损伤和炎症的关键基因，也可能是HCC预防和预后判断的潜在生物标志物[2]。

此外，DDX17（DEAD-Box Helicase 17）也被发现通过转录抑制Cyp2c29的表达来加剧非酒精性脂肪性肝炎（NASH）。研究发现，在NASH患者的肝脏中，DDX17的表达显著增加。在肝脏特异性DDX17敲除小鼠中，肝细胞脂肪变性、炎症反应和纤维化显著减轻。机制研究表明，DDX17通过与CCCTC结合因子（CTCF）和DEAD-Box Helicase 5（DDX5）相互作用，转录抑制Cyp2c29基因的表达。因此，DDX17可能通过促进肝细胞脂质积累、诱导M1巨噬细胞的活化和随后的炎症反应和纤维化来加剧NASH的发展[3]。

Cyp2c29的表达还受到药物的影响。研究发现，抗惊厥药苯妥英可以诱导Cyp2c29的表达。苯妥英响应模块位于Cyp2c29翻译起始位点上游-1371 kb处，由两个不完美的六核苷酸直接重复序列和一个假定的CCAAT/增强子结合蛋白结合位点组成。苯妥英响应模块介导了苯妥英在体内和HepG2细胞中的荧光素酶报告基因的诱导。此外，苯妥英在野生型小鼠的肝脏中诱导了CYP2C29 mRNA的表达，而在CAR基因敲除小鼠中没有诱导作用，表明CAR调节苯妥英诱导的Cyp2c29基因的转录。此外，CAR基因敲除小鼠的CYP2C29 mRNA的组成型水平比野生型小鼠降低了约77倍，这表明CAR可能还直接或间接地调节Cyp2c29基因的组成型表达[4]。

Cyp2c29在血管环氧二十碳三烯酸（EETs）的合成中也发挥作用。研究发现，在雌性小鼠中，CYP2C29和视黄醇X受体γ（RXRγ）在去除了内皮型一氧化氮合酶（eNOS）的小鼠的肠系膜动脉/小动脉中显著上调。剪切应力可以剂量依赖性地刺激EETs的释放，并且与EET介导的血管舒张相关。CYP2C29 siRNA的转染消除了EETs的释放，导致血管舒张被消除。RXRγ siRNA的敲低也显著抑制了EETs的产生，并与血管舒张的减少相关。因此，CYP2C29和RXRγ在雌性小鼠的血管EET合成中发挥作用[5]。

Cyp2c29还可能产生超氧阴离子。研究发现，剪切应力诱导的血管舒张（SSID）过程中，CYP2C29的活化会释放超氧阴离子。在雌性eNOS基因敲除和野生型小鼠的肠系膜动脉中，剪切应力诱导的血管舒张显著减弱。然而，这种效应可以通过PPOH（CYP2C29的抑制剂）来逆转。此外，过氧化氢酶的上调和外源性过氧化氢的添加导致eNOS基因敲除小鼠的血管收缩。因此，CYP2C29在剪切应力诱导的血管舒张中合成EETs，并同时释放超氧阴离子和随后的过氧化氢，这反过来会损害SSID[6]。

Cyp2c29的表达还受到慢性弓形虫感染的影响。研究发现，在慢性弓形虫感染的小鼠肝脏中，药物代谢酶的基因表达发生了变化。在药物代谢酶中，22个基因上调，28个基因下调。其中，5个基因上调，17个基因下调。Cyp1b1、Cyp2c29、Cyp2c65、Cyp2d9和Cyp2d12等基因显著上调，而Cyp2c38、Cyp2c39、Cyp2c44、Cyp2c69、Cyp2d40、Cyp2e1、Cyp3a11、Cyp3a41和Cyp3a44等基因显著下调。代谢实验表明，感染小鼠肝脏中咪达唑仑1'-羟基化和睾酮2-羟基化活性显著降低，而睾酮16-羟基化活性显著升高。因此，慢性弓形虫感染通过改变药物代谢酶的基因表达，至少部分地影响药物代谢[7]。

Cyp2c29的表达还受到纳米封装姜黄素的影响。研究发现，纳米封装姜黄素可以减轻由双氯芬酸（DIC）引起的肝损伤，并调节药物代谢酶的表达。双氯芬酸可以诱导小鼠肝脏中药物代谢酶基因的表达，包括Cyp2c29和Cyp2d9。然而，姜黄素纳米粒子可以逆转这种效应，并降低药物代谢酶的表达。因此，纳米封装姜黄素可能具有治疗非甾体抗炎药引起的肝损伤和相关的药物代谢酶表达失调的潜力[8]。

Cyp2c29的表达还受到缺氧的影响。研究发现，在缺氧条件下，CYP2C29的表达水平增加，并且与肺血管收缩和重塑相关。急性缺氧血管收缩反应在表达CYP2C29的瑞士小鼠中被研究。结果表明，CYP表氧化酶衍生的环氧二十碳三烯酸引起肺血管收缩。长期缺氧暴露导致小鼠肺动脉压升高和肺血管重塑，这些效应可以通过CYP表氧化酶抑制剂来减轻。因此，CYP表氧化酶可能在缺氧肺高血压中发挥重要作用，并且CYP表氧化酶的抑制可能为肺高压的治疗提供新的靶点[9]。

Cyp2c29的表达还受到microRNA的调控。研究发现，miRNA在药物代谢酶的诱导中发挥作用。使用Agilent miRNA微阵列和DNA微阵列，研究者研究了苯巴比妥处理后小鼠肝脏中miRNA和mRNA之间的变化。结果表明，苯巴比妥诱导的Cyp2c29和mrp3基因的表达变化受到miR-30a和miR-29b的调控。此外，苯巴比妥处理导致miR-122的表达下调，而miR-122是肝脏中高度丰富的miRNA，可以激活转录因子CAR，进而诱导药物代谢酶的表达。因此，miRNA可能通过调控Cyp2c29等药物代谢酶的表达，参与药物治疗的基因表达调控[10]。

综上所述，Cyp2c29是一种重要的细胞色素P450酶，参与多种生物学过程，包括脂肪酸和类固醇激素的代谢、药物代谢、炎症反应和血管功能调节等。Cyp2c29的表达受到多种因素的调控，包括转录因子、细胞信号通路、表观遗传修饰和microRNA等。Cyp2c29在多种疾病中发挥重要作用，包括败血症、肝细胞癌、非酒精性脂肪性肝炎、肺高压等。因此，Cyp2c29的研究有助于深入理解药物代谢和疾病发生机制，为疾病的治疗和预防提供新的思路和策略。

参考文献：
1. Ashino, Takashi, Nakamura, Yuki, Ohtaki, Hirokazu, Iwakura, Yoichiro, Numazawa, Satoshi. 2023. Downregulation of the gene expression of Cyp2c29 and Cyp3a11 by cecal ligation and puncture-induced sepsis is associated with interleukin-6. In International immunopharmacology, 117, 110039. doi:10.1016/j.intimp.2023.110039. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/36944277/
2. Wang, Qi, Tang, Qin, Zhao, Lijun, Guo, Anyuan, Yang, Xiangliang. . Time serial transcriptome reveals Cyp2c29 as a key gene in hepatocellular carcinoma development. In Cancer biology & medicine, 17, 401-417. doi:10.20892/j.issn.2095-3941.2019.0335. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/32587777/
3. Ning, Deng, Jin, Jie, Fang, Yuanyuan, Zhang, Bixiang, Zhang, Wanguang. . DEAD-Box Helicase 17 exacerbates non-alcoholic steatohepatitis via transcriptional repression of cyp2c29, inducing hepatic lipid metabolism disorder and eliciting the activation of M1 macrophages. In Clinical and translational medicine, 14, e1529. doi:10.1002/ctm2.1529. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38303609/
4. Jackson, Jonathan P, Ferguson, Stephen S, Moore, Rick, Negishi, Masahiko, Goldstein, Joyce A. . The constitutive active/androstane receptor regulates phenytoin induction of Cyp2c29. In Molecular pharmacology, 65, 1397-404. doi:. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/15155833/
5. Sun, Dong, Yang, Yang-Ming, Jiang, Houli, Kaley, Gabor, Huang, An. 2010. Roles of CYP2C29 and RXR gamma in vascular EET synthesis of female mice. In American journal of physiology. Regulatory, integrative and comparative physiology, 298, R862-9. doi:10.1152/ajpregu.00575.2009. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/20130225/
6. Sun, Dong, Ojaimi, Caroline, Wu, Hongyan, Kaley, Gabor, Huang, An. . CYP2C29 produces superoxide in response to shear stress. In Microcirculation (New York, N.Y. : 1994), 19, 696-704. doi:10.1111/j.1549-8719.2012.00202.x. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/22708815/
7. Uno, Yasuhiro, Uehara, Shotaro, Ushirozako, Genki, Masatani, Tatsunori, Yamazaki, Hiroshi. 2023. Chronic Toxoplasma infection affects gene expression of drug-metabolizing enzymes in mouse liver. In Xenobiotica; the fate of foreign compounds in biological systems, 53, 581-586. doi:10.1080/00498254.2023.2286597. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/37991059/
8. Sunoqrot, Suhair, Abu Shalhoob, Mohammad, Jarrar, Yazun, Al-Ameer, Hamzeh J, Al-Awaida, Wajdy. 2024. Nanoencapsulated Curcumin Mitigates Liver Injury and Drug-Metabolizing Enzymes Induction in Diclofenac-Treated Mice. In ACS omega, 9, 7881-7890. doi:10.1021/acsomega.3c07602. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38405487/
9. Pokreisz, Peter, Fleming, Ingrid, Kiss, Ladislau, Busse, Rudi, Janssens, Stefan. 2006. Cytochrome P450 epoxygenase gene function in hypoxic pulmonary vasoconstriction and pulmonary vascular remodeling. In Hypertension (Dallas, Tex. : 1979), 47, 762-70. doi:. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/16505204/
10. Shizu, Ryota, Numazawa, Satoshi, Yoshida, Takemi. . [Involvement of microRNA in the induction of drug-metabolizing enzymes]. In Yakugaku zasshi : Journal of the Pharmaceutical Society of Japan, 132, 311-8. doi:. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/22382835/

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